摘要
為了提高體外皮膚組織模型的物理相關(guān)性和可翻譯性,增強其結(jié)構(gòu)復(fù)雜性是非常重要的。通過使用3D生物打印技術(shù)和合適的生物墨水,可以調(diào)節(jié)zhen皮和表皮的結(jié)構(gòu)并將細胞和材料精確地沉積在所需的位置。在本研究中,使用BIO X生物打印全厚度皮膚組織模型。zhen皮使用原代zhen皮成纖維細胞嵌入GelXA skin bioink進行生物打印,表皮含有高濃度角質(zhì)形成細胞嵌入ColMA,沉積在zhen皮頂部。皮膚模型總共培養(yǎng)了14天,在開始氣液界面培養(yǎng)的第6天和培養(yǎng)的第14天結(jié)束時收集了樣品。第1類人膠原蛋白(角蛋白14)的免疫熒光染色,角蛋白10和絲蛋白表明,所有標記物的表達均隨時間增加。zhen皮中的膠原蛋白網(wǎng)絡(luò)得到加強,并且表皮中的角質(zhì)形成細胞明顯地自我重組:隨著大量的絲聚蛋白向表皮的外層移動,在角質(zhì)形成細胞中角質(zhì)蛋白10急劇增加。這些結(jié)果表明,強健的皮膚組織模型可以通過3D生物打印來創(chuàng)建,從而驗證了該技術(shù)在該領(lǐng)域的適用性。
引言
皮膚是我們與外部環(huán)境的第一個也是主要的界面,是極具吸引力的再生器官,并且在過去40年中科學(xué)家們對其進行了大量探索(Loai,2019; Tarassoli,2017)。 部分原因是皮膚組織模型的廣泛應(yīng)用領(lǐng)域,從藥物篩選到化妝品測試以及傷口愈合研究,部分原因是皮膚組織的組成相對簡單,可以分為兩層,每層具有一類主要的細胞類型 這種簡單構(gòu)成意味著過去已經(jīng)建立幾個2D模型和培養(yǎng)系統(tǒng)。 但是,這些模型無法完全概括天然皮膚,并且缺乏3D模型提供的空間組織(Loai,2019; Singh,2020; Vijayavenkataraman,2016)。 為了增加物理相關(guān)性并增強體外結(jié)果與體內(nèi)條件的可翻譯性,迫切需要以3D方式調(diào)制皮膚組織模型。
在開發(fā)用于構(gòu)建3D皮膚模型的不同技術(shù)中,生物打印制造方法在克服與組織建模有關(guān)的挑戰(zhàn)方面已顯示出廣闊的前景(Pati,2016; Singh,2020),由于使研究人員能夠精確地模擬所需的結(jié)構(gòu),并根據(jù)需要自由地結(jié)合不同的細胞和材料。 關(guān)鍵是要使用合適的基質(zhì)配方,以便打印出穩(wěn)定的三維結(jié)構(gòu),支持細胞增殖和遷移,同時確保結(jié)構(gòu)的穩(wěn)定性和機械完整性 (Tarassoli, 2017; Vijayavenkataraman, 2016)。
在3D生物打印中,天然和合成生物材料相結(jié)合形成可打印的生物墨水。 天然生物材料的好處是可以減輕環(huán)境對細的影響,而合成生物材料具有更好的機械性能(Murphy,2014年)。 3D生物打印中使用的兩種最常見的天然生物材料是明膠和膠原蛋白。 膠原蛋白是人體中最豐富的蛋白質(zhì),是細胞外基質(zhì)(ECM)的關(guān)鍵角色,可促進出色的細胞通訊(Kular,2014年)。 但是,純膠原蛋白很難處理,因為必須將其保持在4°C或酸性以避免固化。
明膠,源自膠原蛋白,所以保留了膠原蛋白的一些細胞特征,但具有在室溫下為固體而在體溫下為液體的化學(xué)優(yōu)勢。甲基丙烯酸明膠(GelMA)是一種可印刷的生物墨水,可在27°C下使用光進行交聯(lián),從而誘導(dǎo)甲基丙烯酸酯基團之間形成共價鍵。 與甲基丙烯酸酯基團的交聯(lián)性的相同特征也可以添加到膠原蛋白中。 但是,甲基丙烯酸膠原蛋白(ColMA)仍需要在4°C下處理以避免固化。 這項研究中使用的GelXA生物墨水是由CELLINK開發(fā)的基于GelMA的生物墨水配方,旨在擴大GelMA的可印刷性范圍,并易于形成復(fù)雜的3D結(jié)構(gòu)。要了解有關(guān)不同生物材料和生物墨水特性的更多信息,請查看我們的生物墨水選擇指南手冊或訪問我們的網(wǎng)頁。
在這項研究中,我們旨在使用BIO X生物打印機打印出具有zhen皮和表皮的全厚度皮膚組織模型,GelXA SKIN生物墨水用于zhen皮,ColMA生物墨水用于表皮。在GelXA皮膚上,zhen皮的3D結(jié)構(gòu)被牢固地生物打印出來 ,而ColMA的固有特性可以形成薄而豐富的表皮層。 在zhen皮中,重點是評估ECM的產(chǎn)生,特別關(guān)注1型膠原的產(chǎn)生,因為它是天然zhen皮的主要蛋白質(zhì)。
對于表皮,選擇了三種分化標記:用于增殖性角質(zhì)形成細胞的角蛋白14(K14),用于區(qū)分角質(zhì)形成細胞的角蛋白10(K10)和作為凝集層標記的絲聚蛋白。 天然皮膚的表皮具有明確的分化過程,其中附著在zhen皮上的增生角質(zhì)形成細胞在皮膚最外層變成角質(zhì)細胞(角質(zhì)化角化細胞)(Eckhart,2013)。 在此角質(zhì)化過程的不同層中,表達了特異性分化標記(圖1)。 為了評估表皮的發(fā)育,我們選擇評估指示標記的表達。
圖1.天然表皮的成角過程(Eckhart,2013年)
材料和方法
細胞準備
皮膚組織模型中使用了兩種細胞:少年正常人皮膚成纖維細胞(NHDF,C-12300,PromoCell)和少年正常人皮膚表皮角質(zhì)形成細胞(NHEK,C-12001,PromoCell)。 按照PromoCell的擴增方案(NHDF,NHEK)對細胞進行2D擴增后再進行生物打印,并分別用于第6-7代(NHDF)和第3代(NHEK)。 NHDFs在添加有生長培養(yǎng)基SupplementMix(C-39315,PromoCell)的成纖維細胞生長培養(yǎng)基(C-23010,PromoCell)中培養(yǎng),而NHEK在PromoCell的角質(zhì)形成細胞生長培養(yǎng)基的發(fā)育配方中與培養(yǎng)基SupplementMix(C-97294, PromoCell); 兩種培養(yǎng)基均添加了1%的抗生素-抗真菌藥(Gibco,100x)。
皮膚組織模型的生物打印
皮膚組織模型被設(shè)計為zhen皮籃,其實心底層上覆有兩個網(wǎng)格層和6層高帽檐(圖2)。 這是為了促進種子后表皮的包裹。 用GelXA SKIN(CELLINK,Ref#IK3X21110301)對皮膚籃子進行生物打印。 簡而言之,收集了5.7 x 106 NHDF,旋轉(zhuǎn)并重組為250 µL細胞懸液,然后將其小心地混入2.5 mL GelXA SKIN中,預(yù)熱至37°C,然后轉(zhuǎn)移到琥珀色濾芯中(CELLINK,參考編號CSO010311502)。為了除去殘留的氣泡,將帶有嵌入式NHDF的GelXA SKIN濾芯在460G下離心1分鐘。 然后,在開始打印會話之前,將墨盒安裝在溫度控制的打印頭(CELLINK,參考號#00000020346)上,然后在準備好的BIO X生物打印機中溫度設(shè)置成24°C,持續(xù)10分鐘。
進行該步驟需要將GelXA生物墨水的溫度平衡到24°C,這是適用于復(fù)雜結(jié)構(gòu)的GelXA生物墨水的合適生物印刷溫度。
然后zhen皮籃在24°C下用溫控打印頭以4至5 mm / s的速度,20至40 kPa的壓力在12孔板中對進行生物打印,并將BIO X的打印床設(shè)置為 14℃。 然后先用405 nm光固化模塊在高于構(gòu)造物5厘米處用405 nm光固化模塊將12個重復(fù)的zhen皮籃光固化15秒(每個構(gòu)造物),然后浸入交聯(lián)劑(CELLINK,參考號CL1010006001)中,并補充10 U / mL凝血酶5分鐘。 然后將皮籃用成纖維細胞生長培養(yǎng)基洗滌一次,并在添加表皮之前與成纖維細胞生長培養(yǎng)基孵育(37°C,5%CO2)1小時。
圖2.培養(yǎng)14天后的3D生物打印模型的示意圖,側(cè)視圖(左)和頂視圖(中)以及生物打印的皮膚組織模型的圖像(右)。
表皮的添加
對于表皮,使用ColMA(CELLINK,參考號IK4501022001)和NHEK的混合物。簡而言之,將12 x 10
6 NHEK(每個皮膚籃1 x 10
6)重構(gòu)為240 µL細胞懸液,并與240 µL ColMA(8 mg / mL,終濃度4 mg / mL)混合。將重構(gòu)的ColMA置于冰上,直到將其添加到zhen皮結(jié)構(gòu)中。從zhen皮籃中取出成纖維細胞培養(yǎng)基,并在每種zhen皮構(gòu)建體的頂部添加40 µL表皮生物墨水-細胞混合物。在光固化30秒(405nm,距構(gòu)建體5cm的距離)之前,將構(gòu)建體在臺式上放置15分鐘以沉降。然后將樣品以10G離心10秒,再光固化30秒。這是為了增強表皮和zhen皮之間的接觸。然后將皮膚組織模型浸沒在角質(zhì)形成細胞生長培養(yǎng)基中,并在37°C,5%CO
2下孵育6天,然后轉(zhuǎn)移至氣液界面培養(yǎng)物中。通過將構(gòu)建體轉(zhuǎn)移到補充有合適體積的角質(zhì)形成細胞生長培養(yǎng)基的transwell插入物中來建立氣液界面(圖3)。每2至3天更新一次培養(yǎng)基。
圖3. A)生物打印的zhen皮籃子。 B)3D生物打印的皮膚組織模型轉(zhuǎn)移到Transwell插入物中。 C)從皮膚組織模型的浸沒培養(yǎng)到氣液界面培養(yǎng)的轉(zhuǎn)移的圖示。
分析
根據(jù)CELLINK的固定方案,在第6天(開始氣液界面)和第14天(實驗結(jié)束)收集樣品,并在4%PFA中固定以進行組織學(xué)染色。 然后將樣品包埋在石蠟中,并按照CELLINK的方案進行切片。 他們對人類1型膠原蛋白(Atlas抗體,Ref#HPA011795,未報道發(fā)現(xiàn)可檢測大鼠來源的ColMA),角蛋白10(Atlas抗體,Ref#HPA012014),角蛋白14(Abcam,Ref#ab7800)和絲蛋白(Atlas)染色 抗體,參考編號HPA030188),遵循CELLINK的免疫熒光染色方案,并使用Alexa Fluor 488(ThermoFisher,參考編號A-27034用于兔子,參考編號A-11029用于小鼠)作為第二抗體。 樣品還按照CELLINK的H&E染色方案進行了H&E染色。 所有協(xié)議都可以在CELLINK的支持標簽下的網(wǎng)頁上找到。
結(jié)果與討論
用于該皮膚組織模型的制造方法創(chuàng)建了完整且堅固的構(gòu)造,該構(gòu)造在整個實驗過程中保持其形狀。 樣品橫截面的H&E染色最初顯示,兩個隔層(zhen皮和表皮)之間的連接較弱。 但是在第14天,這兩層已經(jīng)合并(圖4)。 在第14天,可以看到表皮平滑地沿著zhen皮的輪廓移動,并且角質(zhì)形成細胞開始重組。
圖4.在第6天和第14天分別以4倍和10倍放大率對皮膚組織模型進行H&E染色。 表皮在第6天圖像中位于右側(cè),在第14天圖像中位于右上方。 比例尺200 µm(放大4倍)和100 µm(放大10倍)
H&E圖像中zhen皮的強烈染色使得很難將成纖維細胞從生物墨水基質(zhì)中分離出來,但是從免疫熒光(IF)染色中,可以觀察到清晰的膠原網(wǎng)絡(luò)形成(圖5)。 膠原蛋白的表達已經(jīng)在第6天出現(xiàn),但是一直延續(xù)到第14天。成纖維細胞的數(shù)量在第14天也有所增加,表明zhen皮內(nèi)成纖維細胞的增殖。 還對樣品進行了彈性蛋白染色,但是沒有彈性蛋白表達的跡象,表明該實驗中的條件有利于表皮的形成。 如果在較長的培養(yǎng)時間內(nèi)成熟,則可以在模型中檢測到彈性蛋白。
仔細觀察表皮的發(fā)育,免疫熒光圖像顯示整個培養(yǎng)過程中都保持了角蛋白14的表達,而在第14天角蛋白10和絲聚蛋白的表達均增加。 在表皮的中部,而角蛋白層(角質(zhì)層的標記)應(yīng)在表皮的最外層。 角蛋白10和絲蛋白的表達明顯增加表明角質(zhì)形成細胞已經(jīng)開始分化。 在第14天,絲聚蛋白表達重新定位到構(gòu)建體的頂部,朝向氣-液界面,顯示了細胞在生物打印模型內(nèi)重組的能力。
圖5.在第6天和第14天用DAPI(藍色)復(fù)染的1型膠原蛋白(綠色),角蛋白10(紅色),角蛋白14(黃色)和絲蛋白(紫色)的免疫熒光圖像。 角蛋白10、14和絲蛋白圖像中圖像的左邊緣或上邊緣。 放大倍數(shù)= 10倍。 比例尺= 100 µm。 在一個會話中采集圖像以保持相同的采集參數(shù)。
在14天的培養(yǎng)期內(nèi),將構(gòu)建體在最初的6天中浸入水下培養(yǎng),然后轉(zhuǎn)移至氣液界面培養(yǎng)8天。 生物打印的皮膚組織模型顯示zhen皮和重組表皮中膠原蛋白的產(chǎn)生增加,傳統(tǒng)的分層分化模式開始形成。 穩(wěn)定的角蛋白14表達(表明存在增殖的角質(zhì)形成細胞)表明,有可能擴展模型的氣液界面培養(yǎng),以進一步成熟生物打印的皮膚構(gòu)造。
結(jié)論
這項研究舉例說明了如何使用原代細胞培養(yǎng)系統(tǒng)和CELLINK的3D生物打印平臺對全厚度的皮膚組織模型進行3D生物打印。
➢ PromoCell的細胞和培養(yǎng)基細胞培養(yǎng)系統(tǒng)可以創(chuàng)建全厚度皮膚組織模型。 在當前模型中,細胞重組并增殖以形成更天然的細胞結(jié)構(gòu)。
➢ GelXA SKIN生物墨水為皮膚發(fā)育提供了良好的環(huán)境,基于ColMA的表皮生物墨水支持皮膚組織模型內(nèi)的表皮形成。
➢ 模型設(shè)計為表皮和zhen皮發(fā)育形成了一個強大的平臺,在14天的培養(yǎng)期內(nèi)保持穩(wěn)定,但可以培養(yǎng)更長的時間,以使其他zhen皮和表皮標記物進一步成熟。
References參考文獻
1. Eckhart L, Lippens S, Tschachler E, Declercq W. Cell death by cornification.
Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Cell Research. 2013; 1833(12): 3471–3480. DOI:10.1016/j.bbamcr.2013.06.010.
2. Kular JK, Basu S, Sharma RI. The extracellular matrix: Structure, composition, age-related differences, tools for analysis and applications for tissue engineering.
Journal of Tissue Engineering. 2014; 5: 204173141455711.
DOI:10.1177/2041731414557112.
3. Loai S, Kingston BR, Wang Z, Philpott DN. Clinical perspectives on 3D bioprinting paradigms for regenerative medicine.
Regenerative Medicine Frontiers. 2019; 1(1): 1–40. DOI:10.20900/rmf20190004.
4. Murphy SV, Atala A. 3D bioprinting of tissues and organs.
Nature Biotechnology. 2014; 32(8): 773–785.
DOI:10.1038/nbt.2958.
5. Pati F, Gantelius J, Svahn HA. 3D bioprinting of tissue/organ models.
Angewandte Chemie - International Edition. 2016; 55(15): 4650–4665. DOI:10.1002/anie.201505062.
6. Singh M, Jonnalagadda S. Advances in bioprinting using additive manufacturing.
European Journal of Pharmaceutical Sciences. 2020; 143
: 105167. DOI:10.1016/j.ejps.2019.105167.
7. Tarassoli SP, Jessop ZM, Al-sabah A, et al. Skin tissue engineering using 3D bioprinting : An evolving research field.
Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 2018; 71(5): 615–623. DOI:10.1016/j.bjps.2017.12.006.
8. Vijayavenkataraman S, Lu WF, Fuh JYH. 3D bioprinting of skin: a state-of-the-art review on modelling, materials, and processes.
Biofabrication. 2016; 8(3): 032001. DOI:10.1088/1758-5090/8/3/032001